Centrifugação diferencial é um método usado para separar os diferentes componentes de uma célula com base na massa. A membrana celular é primeiramente rompida para liberar os componentes da célula através de um homogeneizador. A mistura resultante é referida como o homogeneizado. O homogeneizado é centrifugado para obter um pellet contendo as organelas mais densas. Os compostos que são os mais densos formarão uma pelota a velocidades de centrifugação mais baixas, enquanto os compostos menos densos provavelmente permanecerão no sobrenadante líquido acima da pelota. Cada vez, o sobrenadante pode ser centrifugado a velocidades mais rápidas para obter as organelas menos densas. Realizar a centrifugação de forma gradual, na qual a velocidade de centrifugação é aumentada cada vez, permite que os componentes sejam separados por massa. O núcleo bastante denso é mais provável de ser encontrado após a primeira etapa de centrifugação, seguido pelas mitocôndrias, depois organelas menores, e finalmente o citoplasma, que pode conter proteínas solúveis.
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Sedimentação de equilíbrio usa um gradiente de solução para separar partículas com base nas suas densidades individuais (massa/volume). Um aspecto fundamental sobre este tipo de sedimentação é que ela é completamente independente da forma da molécula. É utilizada para purificar a centrifugação diferencial. Uma solução é preparada com a porção mais densa do gradiente no fundo. As partículas a serem separadas são então adicionadas ao gradiente e centrifugadas. Cada partícula prossegue até atingir um ambiente de densidade comparável. Tal gradiente de densidade pode ser contínuo ou preparado de forma incremental. Por exemplo, quando se usa sacarose para preparar gradientes de densidade, pode-se flutuar cuidadosamente uma solução de 40% de sacarose sobre uma camada de 45% de sacarose e adicionar mais camadas menos densas acima. O homogeneizado, preparado num tampão diluído e centrifugado brevemente para remover tecido e células inquebráveis, é então colocado por cima. Após a centrifugação tipicamente por uma hora a cerca de 100.000 x g, discos de componentes celulares residentes devido à alteração da densidade podem ser observados de uma camada para a outra. Ajustando cuidadosamente as densidades de camadas para corresponder ao tipo de célula, componentes celulares específicos podem ser enriquecidos.
O equilíbrio da sedimentação é bastante útil porque não se forma uma pelota. A velocidade de rotação cria força suficiente para que a proteína saia do rotor, mas não a condensa em uma pelota. Isto acontece porque se produz um gradiente na concentração da proteína. A difusão reage para contrariar a criação do gradiente e após um certo tempo, obtém-se um equilíbrio perfeito entre a sedimentação e a difusão.
O equilíbrio da sedimentação é também prático para estudar as interacções entre as proteínas. Em particular é utilizado para verificar o estado nativo ou a conformação nativa da proteína. O estado nativo nos diz a estrutura exata em três dimensões. Esta informação inclui se é um monômero, dimer, trimer, tetrâmero, etc. Um monômero é uma proteína composta de uma subunidade. Um dímero é duas subunidades de proteína que são giradas 180 graus. Um trimer é três subunidades, etc. Este tipo de experimentação também nos permite determinar se as proteínas podem formar oligómeros (cadeias de polipéptidos idênticos que compõem duas ou mais unidades de uma proteína). Além disso, o uso do equilíbrio de sedimentação é que determina constantes de equilíbrio para as interações proteína-proteína e proteína-ligante. O valor deste Kd está frequentemente entre 1nM-1mM. Isto é calculado pela medição da constante de equilíbrio (Kd). Um uso final disto é determinar as razões estequiométricas entre os complexos protéicos. Um exemplo disto é um ligando e seu receptor ou um par antígeno-anticorpo