Frontiers in Plant Science

Introduction

Scieżka shikimatu jest ściśle powiązana ze ścieżką aminokwasów aromatycznych (L-tryptofanu, L-fenyloalaniny i L-tyrozyny) i w roślinach lądowych charakteryzuje się bardzo wysokimi przepływami, przy czym szacowana ilość węgla stałego przechodzącego przez tę ścieżkę waha się między 20 a 50% (Weiss, 1986; Corea i in., 2012; Maeda i Dudareva, 2012). Badania skupiły się na tym szlaku, ponieważ aminokwasy aromatyczne nie są produkowane przez ludzi i zwierzęta monogastryczne, a zatem są ważnym składnikiem diety (Tzin i Galili, 2010). Co więcej, jeden z enzymów tego szlaku – syntaza 5-enolopirogronianu-walwalfikimianu-3-fosforanu (EPSP) – jest jednym z najczęściej stosowanych herbicydów (zob. Duke i Powles, 2008). Ponadto, jak niedawno opisywaliśmy, roślinne fenolowe metabolity wtórne i ich prekursory syntetyzowane są poprzez szlak biosyntezy shikimatu i jego liczne rozgałęzienia (Tohge i in., 2013). Szlak shikimatu jest wysoce konserwowany i występuje u grzybów, bakterii i roślin, gdzie bierze udział w biosyntezie nie tylko trzech aromatycznych aminokwasów opisanych powyżej, ale także niezliczonych aromatycznych metabolitów wtórnych, takich jak alkaloidy, flawonoidy, ligniny i aromatyczne antybiotyki. Wiele z tych związków jest bioaktywnych, jak również odgrywa ważną rolę w obronie roślin przed stresami biotycznymi i abiotycznymi oraz interakcjami środowiskowymi (Hamberger i in., 2006; Maeda i Dudareva, 2012) i jako takie mają duże znaczenie fizjologiczne. Szacuje się, że w normalnych warunkach aż 20% całkowitej ilości węgla związanego przepływa przez szlak shikimatu (Ni i in., 1996), przy czym przepływ węgla przez ten szlak jest większy w okresach stresu lub szybkiego wzrostu roślin (Corea i in., 2012). Biorąc pod uwagę jego znaczenie, nie jest chyba zaskoczeniem, że wszyscy członkowie genów biosyntezy i odpowiadające im enzymy zaangażowane w szlak shikimatu zostały scharakteryzowane w roślinach modelowych, takich jak Arabidopsis. Porównanie międzygatunkowe enzymów biosyntezy shikimatu ujawniło, że wykazuj± one podobieństwo sekwencji, zróżnicowan± ewolucję i podobieństwo mechanizmów reakcji (Dosselaere i Vanderleyden, 2001). Jednakże, wszystkie pozostałe gatunki różnią się znacznie od grzybów, które wykształciły złożony system z pojedynczym pentafunkcjonalnym polipeptydem znanym jako kompleks AroM, który wykonuje pięć kolejnych reakcji (Lumsden i Coggins, 1977; Duncan i in., 1987). W tym przeglądzie podsumujemy aktualną wiedzę dotyczącą genetycznej natury tego szlaku, koncentrując się na porównaniach międzygatunkowych obejmujących szeroki zakres gatunków, w tym glonów (Chlamydomonas reinhardtii, Volvox carteri, Micromonas sp., Ostreococcus tauri, Ostreococcus lucimarinus), mchy (Selaginella moellendorffii, Physcomitrella patens), jednoliścienne (Sorghum bicolor, Zea mays, Brachypodium distachyon, Oryza sativa ssp. japonica i Oryza sativa ssp. indica) i gatunków dwuliściennych (Vitis vinifera, Theobroma cacao, Carica papaya, Arabidopsis thaliana, Arabidopsis lyrata, Populus trichocarpa, Ricinus communis, Manihot esculenta, Malus domestica, Fragaria vesca, Glycine max, Lotus japonicus, Medicago truncatula) (Tabela 1). Wreszcie, porównujemy i kontrastujemy ewolucję tego szlaku z ewolucją bardziej wyspecjalizowanych szlaków biosyntezy fenylopropanoidów.

Shikimate Biosynthesis and Phenylalanine Derived Secondary Metabolism in Plants

Given that phenolic secondary metabolites which are derived from phenylalanine via shikimate biosynthesis are widely distributed in plants and other eukaryotes, genes encoding shikimate biosynthetic enzymes are generally highly conserved in nature. W biosyntezę shikimatu i fenyloalaniny zaangażowanych jest odpowiednio osiem i dwie reakcje. Zarówno członkowie wszystkich rodzin genów, jak i odpowiadające im enzymy biosyntetyczne zaangażowane w te szlaki zostały scharakteryzowane w roślinach modelowych, takich jak Arabidopsis (Rysunek 1A). Z kolei fenolowe metabolity wtórne pochodzące od fenyloalaniny wykazują znaczną różnorodność gatunkową, przy czym fenolowe metabolity wtórne, takie jak pochodne kumaryny, monolignal, lignina, pochodne spermidyny, flawonoidy i tanina, występują w określonych rodzinach w obrębie linii zielonej (Rysunek 1B). Różnorodność ta powstała w wyniku działania różnych strategii ewolucyjnych, na przykład duplikacji genów i ewolucji cis-regulacyjnej w celu dostosowania się do panujących warunków środowiskowych. Biorąc pod uwagę ich gatunkowo specyficzne rozmieszczenie, geny zaangażowane w roślinny fenolowy metabolizm wtórny, takie jak fenyloamonia-laza (PAL), syntaza poliketydowa (PKS), deoksygenazy zależne od 2-oksoglutaranu (2ODDs) i UDP-glikozylotransferazy (UGTs) są często wykorzystywane jako studia przypadku ewolucji roślin (Tohge i in., 2013). Pomimo faktu, że geny biosyntezy shikimatu-fenyloalaniny są dobrze zachowane u wszystkich gatunków, w tym u gatunków alg, ortologiczne geny związane z fenolowym metabolizmem wtórnym nie zostały wykryte u wszystkich gatunków alg (Tabela 2, Tohge i in., 2013). Wynik ten sugeruje znacznie bardziej starożytne pochodzenie szlaków shikimat – fenyloalanina. W kolejnych rozdziałach omówimy ewolucję szlaków shikimat-fenyloalanina, koncentrując się na porównaniach międzygatunkowych dla każdego genu kodującego jeden z enzymów składowych jednego z tych szlaków.

3-Deoxy-D-Arabino-Heptulosonate 7-Phosphate Synthase

Pierwszy enzymatyczny etap szlaku shikimate, syntaza 3-deoxy-D-arabino-heptulosonate 7-fosforanu (DAHPS), katalizuje kondensację aldolową fosfoenolopirogronianu (PEP) i 4-fosforanu D-erytrozy (E4P) w celu wytworzenia 7-fosforanu 3-deoksy-D-arabino-heptulosonianu (DAHP) (Rysunek 1). Ze względu na strukturę białek, DAHPS można podzielić na dwie odrębne klasy homologiczne. Pochodzące od mikroorganizmów DAHPS klasy I zawierają dwufunkcyjne domeny mutazy chorismate (CM)-DAHPS, dlatego też mikrobiologiczne DAHPS, na przykład E. coli (AroF, G i H) oraz S. cerevisiae (Aro3 i 4), zaliczane są do klasy I DAHPS. Natomiast DAHPS klasy II były wcześniej uważane za występujące tylko u roślin, ale później zostały odnotowane u niektórych mikroorganizmów, takich jak Streptomyces coelicolor, Streptomyces rimosus i Neurospora crassa (Bentley, 1990; Maeda i Dudareva, 2012). Aktywności DAHPS (AroA) i CM (AroQ) DAHPS B. subtilis są jednak rozdzielone przez obcięcie domeny. Szczegółowa analiza struktury sekwencji bakteryjnych rodzin AroA i AroQ, badania enzymatyczne z użyciem pełnowartościowego białka oraz okrojonych domen AroA i AroQ B. subtilis, oraz porównanie z białkami fuzyjnymi Porphyromonas gingivalis, w których domena AroQ została połączona z C-końcem AroA, sugerują, że „regulacja zwrotna” może rzeczywiście stanowić ogniwo ewolucyjne pomiędzy tymi dwiema klasami, które wyewoluowały z prymitywnego, nieregulowanego członka klasy II DAHPS (Wu i Woodard, 2006). Roślinne DAHPS klasy II zostały zidentyfikowane w korzeniach marchwi (Suzich i in., 1985) oraz w kulturach komórkowych ziemniaka (Pinto i in., 1986; Herrmann i Weaver, 1999). DAHPS jest kodowany przez trzy geny w genomie Arabidopsis (AtDAHPS1, AT4G39980; AtDAHPS2, At4g33510; AtDAHPS3, At1g22410). Poszukiwania genów ortologicznych z wykorzystaniem DAHPS z Arabidopsis ujawniły pojedynczy gen u alg (Chlamydomonas reinhardtii, Volvox carteri, Micromonas sp. i Ostreococcus tauri) i Lotus japonica, ale od dwóch do ośmiu izoform u innych gatunków roślin wyższych (Tabela 2). Geny typu AtDAHPS1 i AtDAHPS2 wykazują zróżnicowaną ekspresję u Arabidopsis thaliana, Solanum lycopersicum i Solanum tuberosum (Maeda i Dudareva, 2012). Geny typu AtDAHPS1, które dodatkowo podlegają regulacji redoks przez układ ferredoksyna-tioredoksyna, wykazują znaczącą indukcję przez zranienie i infekcję patogenami (Keith i in., 1991; Gorlach i in., 1995; Maeda i Dudareva, 2012), podczas gdy geny typu AtDAHPS2 wykazują ekspresję konstytutywną (Gorlach i in., 1995). Analiza filogenetyczna genów DAHPS ujawnia cztery główne klady: (i) klad mikrofitów, (ii) klad duplikacji mszaków, (iii) klad jedno- i dwuliściennych gatunków drzewiastych, (iv) klad AtDAHPSs (Ryc. 2Aa). Ponadto, główny klad iv ma cztery podgrupy, (iv-a) grupa AtDAHPS2, (iv-b) monokot, (iv-c) grupa AtDAHPS1 i (iv-d) grupa AtDAHP3. Wynik ten wskazuje, że konstytutywnie wyrażane geny typu AtDAHPS1 i reagujące na stres AtDAHPS 3 wykazują dobrze zachowaną sekwencję pomiędzy gatunkami (klad iv-c i iv-d), podczas gdy drugie konstytutywnie wyrażane geny typu AtDAHPS2 są wyraźnie rozdzielone pomiędzy gatunkami monocot i dicot (klad iv-a).

Syntaza 3-dehydrochinianowa

Drugi etap szlaku shikimatowego jest katalizowany przez syntazę 3-dehydrochinianową (DHQS), enzym, który promuje wewnątrzcząsteczkową wymianę tlenu pierścienia DAHP z węglem 7 w celu przekształcenia DAHP w 3-dehydrochinian. W przeciwieństwie do opisanej powyżej sytuacji u grzybów, roślinny gen DHQS jest jednofunkcyjny i występuje tylko w jednej kopii u wszystkich gatunków z wyjątkiem Glycine max, która posiada w swoim genomie dwa geny (Rysunek 2Ab). Analiza filogenetyczna genów DHQS ujawnia trzy główne klady składające się z (i) mikrofitów, (ii) mszaków, (iii) jednoliściennych, (iv) kapustnych i (v) dwuliściennych. Co ciekawe, w przeciwieństwie do innych genów biosyntezy shikimatu, ekspresja genu DHQS nie jest dobrze skorelowana z produkcją fenylopropanoidów w Arabidopsis (Hamberger i in., 2006).

Dehydrataza dehydrataza 3-dehydrochinianu/dehydrogenaza szikimianu

Fosforan 7-dezoksy-D-arabino-heptulosonianu jest przekształcany w 3-dehydrochinian przez dwufunkcyjny enzym dehydrataza dehydrataza 3-dehydrochinianu/dehydrogenaza szikimianu (DHQD/SD), który katalizuje najpierw dehydratację DAHP do 3-dehydroshikimatu, a następnie odwracalną redukcję tego intermediatu do shikimatu przy udziale NADPH jako kofaktora. DHQD/SD występuje w trzech formach; specyficznej dla bakterii klasy I dehydrogenaz shikimianowych (typ AroE), klasy II dehydrogenaz shikimianowych/chinianowych (typ YdiB) oraz klasy III dehydrogenaz shikimianowych (typ SHD-L) (Michel i in., 2003; Singh i in., 2005). W roślinach klasy IV aktywność enzymatyczna DHQD jest 10 razy większa niż aktywność SD, co wskazuje, że ilość 3-dehydroszikimianu będzie więcej niż wystarczająca do podtrzymania przepływu przez szlak shikimianowy (Fiedler i Schultz, 1985). Ten dwufunkcyjny enzym odgrywa ważną rolę w regulacji metabolizmu kilku fenolowych wtórnych szlaków metabolicznych (Bentley, 1990; Ding i in., 2007). Generalnie, rośliny nasienne zawierają w swoim genomie pojedynczy gen DHQD/SD, który zawiera sekwencję kodującą plastyczny peptyd tranzytowy (Maeda i in., 2011, tab. 2). Wyjątkiem od tego stwierdzenia jest Nicotiana tabacum, która w swoim genomie zawiera dwa geny. Co intrygujące, wyciszenie NtDHD/SHD-1 powoduje silne zahamowanie wzrostu i obniżenie poziomu aminokwasów aromatycznych, kwasu chlorogenowego i zawartości ligniny (Ding i in., 2007), jednakże druga cytozolowa izoforma może kompensować produkcję shikimatu, ale nie na poziomie fenotypowym. Analiza filogenetyczna ujawnia, że mikrofity również zawierają niewielką liczbę genów DHQD/SD (od jednego do dwóch), podczas gdy można było zaobserwować wyraźny podział na (i) klad mikrofitów, (ii) klad mszaków, (iii) klad jednoliściennych, (iv) klad drzewiastych, specyficzny dla gatunku tandemowej duplikacji genów oraz (v) klady dwuliściennych (Rysunek 2Ac; Tabela 2). Co ciekawe, obserwacja kladu tandemowej duplikacji genów specyficznych dla gatunków drzewiastych sugeruje, że gatunki te wyewoluowały po duplikacji genów DHQD/SD. Cytozolowa lokalizacja NtDHD/SHD-2 jest intrygująca, ponieważ odnotowano obecność syntazy DAHP, syntazy ESPS i izoform CM pozbawionych N-końcowych sekwencji kierujących do plastydu (d’Amato, 1984; Mousdale i Coggins, 1985; Ganson i in., 1986). Ponadto, odkrycie, że zarówno syntaza ESPS jak i kinaza shikimianowa (SK) są aktywne nawet wtedy, gdy zachowują swoje sekwencje docelowe (Dellacioppa i in., 1986; Schmid i in., 1992) sugeruje, że potencjalnie mogą one również być składnikami szlaku cytozolowego. Wreszcie, eksperymenty, w których izolowane i wysoce czyste mitochondria były zaopatrywane w znakowaną 13C glukozę w celu zbadania wiązania cytozolowych izoform glikolizy (Giege i in., 2003) również ujawniły wzbogacenie 13C w shikimat (Sweetlove i Fernie, 2013), wskazując, że pełny szlak cytozolowy jest prawdopodobny również u tego gatunku.

Kinaza shikimatowa

Piąta reakcja szlaku shikimatowego jest katalizowana przez SK, która katalizuje zależną od ATP fosforylację shikimatu do 3-fosforanu shikimatu (S3P). E. coli posiada dwie SK, jedną klasy I (typ AroL) i jedną klasy II (typ AroK), które mają tylko 30% identyczność sekwencji (Griffin i Gasson, 1995; Whipp i Pittard, 1995; Herrmann i Weaver, 1999). U roślin, u kilku gatunków występuje różna liczba izoform SK; tylko jedna u zielenic, likofitów i mszaków, ale od jednej do trzech u roślin jedno- i dwuliściennych (tab. 2). Analiza filogenetyczna genów SK przedstawia pięć głównych kladów składających się z (i) mikrofitów, (ii) mszaków, (iii) kladu specyficznego dla gatunków drzewiastych dwuliściennych, (iv) kladu jednoliściennych i (v) kladu gatunków dwuliściennych (Rysunek 2Ad). Analiza białka SK u Spinacia olerancea wykazała, że jest ono modulowane przez status energetyczny, a zatem jest podobne do bakteryjnego białka SK i innych enzymów wykorzystujących ATP (Pacold i Anderson, 1973; Huang i in., 1975; Schmidt i in., 1990). Z tego powodu postuluje się ostatnio, że SK może łączyć się z wymagającym energii szlakiem shikimatowym w celu zachowania równowagi energetycznej komórki (Maeda i Dudareva, 2012), jednak brak jest obecnie bezpośredniego eksperymentalnego wsparcia dla tej hipotezy. W Arabidopsis wykazano, że homologiczne geny SKL1 i SKL2, które są funkcjonalnie wymagane do biogenezy chloroplastów, powstały w wyniku duplikacji genu SK (Fucile i in., 2008). Ortologi SKL1 i SKL2 znaleziono u kilku gatunków roślin nasiennych, ale nie u zielenic (Tabela 2).

Syntaza 3-fosforanu 5-enolipirogronianu

Syntaza 3-fosforanu 5-enolipirogronianu (EPSPS, 3-fosfoshikimate 1-carboxyvintltransferase) jest szóstym etapem i tutaj drugi PEP jest kondensowany z S3P, tworząc 3-fosforan 5-enolipirogronianu (EPSP). Ponieważ EPSPS jest jedynym znanym celem dla herbicydu glifosat (Steinrucken i Amrhein, 1980), izoformy tego enzymu są często klasyfikowane zgodnie z ich wrażliwością na glifosat, wrażliwe na glifosat EPSPS klasy I występuje u bakterii i gatunków roślin, podczas gdy niewrażliwe na glifosat EPSPS klasy II, które odnotowano u niektórych bakterii, takich jak Agrobacterium (Fucile i in., 2011). U roślin, u kilku gatunków występuje różna liczba izoform EPSPS; tylko jedna izoforma u zielenic, likofitów i mszaków, ale jedna lub dwie występują u gatunków jedno- i dwuliściennych (Tabela 2). Analiza filogenetyczna genów EPSPS wykazała, nietypowo dla genów związanych z metabolizmem shikimatu, że można zaobserwować pięć głównych grup: (i) mikrofitów, (ii) mszaków, (iii) kladu specyficznego dla Brassicaceae, (iv) gatunków jednoliściennych i (v) kladu gatunków dwuliściennych (Rysunek 2Ae). Istnieją wyraźne przesłanki, że zduplikowane geny EPSPS w Arabidopsis, jabłoni, winorośli, soi i topoli są wynikiem niezależnych duplikacji w obrębie ich rodów, przy czym obie kopie są zachowane w Arabidopsis (Hamberger i in.,

Syntaza chorizomianowa

Chorizomian, końcowy produkt szlaku shikimatowego, jest następnie tworzony przez syntazę chorizomianową (CS), która katalizuje trans-1,4 eliminację fosforanu z EPSP. CS zaliczane są do jednej z dwóch grup funkcjonalnych (i) dwufunkcyjnych CS typu grzybowego, które związane są z NADPH-zależną reduktazą flawinową lub (ii) jednofunkcyjnych CS typu bakteryjnego i roślinnego (Schaller i in., 1991; Maeda i Dudareva, 2012). Reakcja katalizowana przez CS wymaga mononukleotydu flawiny (FMN), a jej ogólna reakcja jest neutralna pod względem redoks (Ramjee i in., 1991; Macheroux i in., 1999; Maclean i Ali, 2003). FMN stanowi donor elektronów dla EPSP, co ułatwia rozszczepianie fosforanów. Pierwszym sklonowanym roślinnym genem CS był gen pochodzący z C. sempervirens (Schaller i in., 1991), który zawiera w swoim genomie tylko jeden CS. Biorąc pod uwagę, że gen ten ma 5′ sekwencji sygnałowej importu plastydowego, wyniki te wskazują, że u tego gatunku może nie istnieć CS poza plastydem. Badanie innych gatunków wykazało, że jeden do dwóch genów CS jest obecnych u zielenic, likofitów i mszaków oraz gatunków dwuliściennych, ale jeden do trzech jest obecnych w genomach jabłoni i gatunków strączkowych (Tabela 2). Analiza filogenetyczna genów CS ujawnia trzy główne klady tworzone przez (i) mikrofit, (ii) monokot, (iii) gatunki dwuliścienne (Rysunek 2Af).

Mutaza choryzonianowa

Mutaza choryzonianowa katalizuje pierwszy etap biosyntezy fenyloalaniny i tyrozyny, a ponadto stanowi kluczowy krok w kierunku podziału gałęzi biosyntezy tryptofanu. CM katalizuje przemianę chorizmatu do prephenatu na drodze rearanżacji Claisena. Bakteryjne białka CM (typu AroQ, klasa I CM) wykazują jednofunkcyjną aktywność enzymatyczną, podczas gdy u grzybów i bakterii odkryto dodatkowo kilka dwufunkcyjnych CM, takich jak CM-PDT, CM-PDH i CM-DAHP (klasa II CM, Euverink i in., 1995; Romero i in., 1995; Chen i in., 2003; Baez-Viveros i in., 2004). Pomimo, że w genomach glonów i lykofitów obecny jest tylko jeden gen CM, więcej pojedynczych kopii genu (od dwóch do pięciu) znajduje się u mszaków oraz gatunków jedno- i dwuliściennych (Tab. 2). U roślin nasiennych CM1 niesie putatywny plastydowy peptyd tranzytowy, natomiast CM2 nie i jest dodatkowo zwykle niewrażliwy na allosteryczną regulację przez aminokwasy aromatyczne (Benesova i Bode, 1992; Eberhard i in., 1996; Maeda i Dudareva, 2012). Kilka gatunków roślin, zwłaszcza dwuliściennych, posiada dodatkowy gen z rodziny CM3, który wykazuje wysokie podobieństwo sekwencyjne do genu CM2, a jednocześnie zawiera peptyd tranzytowy w plastydzie. Na przykład Arabidopsis posiada trzy izozymy nazwane AtCM1 (At3g29200), AtCM2 (At5g10870) i AtCM3 (At1g69370) (Mobley i in., 1999; Tzin i Galili, 2010). Analiza filogenetyczna genów CS ujawnia trzy główne klady składające się z (i) kladu AtCM2, (ii) kladu mikrofitów i mszaków oraz (iii) kladu AtCM2 (Rysunek 2Ba). Dodatkowo, klad iii wykazuje dwie podgrupy, (iii-a) podgrupa AtCM3 oraz (iii-b) podgrupa AtCM1 (Rysunek 2Ba) (Eberhard i in., 1996). Pomimo, że podgrupa CM2 zawiera wszystkie gatunki roślin nasiennych, gatunki jednoliścienne nie są zaliczane do podgrupy AtCM3. U Zea mays czynnikiem wirulencji jest mutaza chorizmatowa Cmu1 wydzielana przez Ustilago maydis, szeroko rozpowszechnionego patogena charakteryzującego się powstawaniem dużych guzów roślinnych, powszechnie znanego jako smuta. Pobranie białka CMu1 przez komórki roślinne umożliwia zmianę kierunku metabolizmu roślin i zmienia status metaboliczny tych komórek poprzez metabolic priming (Djamei i in., 2011). Obecnie okazuje się, że wydzielane CM występują u wielu drobnoustrojów związanych z roślinami i ta forma manipulacji gospodarzem wydaje się być ogólną bronią w arsenale patogenów roślinnych.

Aminotransferaza prefenianowa i dehydrataza arogenianowa

Aminotransferaza prefenianowa (PAT) i dehydrataza arogenianowa (ADT) katalizują ostatnie etapy produkcji fenyloalaniny. Podczas gdy ADT została po raz pierwszy sklonowana w 2007 roku (Cho i in., 2007; Huang i in., 2010), dopiero niedawno sklonowano PAT. Prace opublikowane w 2011 r. zidentyfikowały PAT u Petunia hybrid, Arabidopsis thaliana i Solanum lycopersicum (Dal Cin i in., 2011; Maeda i in., 2011) i ustaliły, że kieruje on przepływem węgla z prephenate do arogenate, ale także, że jest silnie i skoordynowanie regulowany z genami pierwotnego metabolizmu i fenyloalaniny pochodzącej z aromatycznych substancji lotnych. W gatunkach roślinnych stwierdzono różną liczbę izoform PAT. Chociaż zielone algi zawieraj± tylko pojedyncze geny PAT i ADT, gatunki jednoli¶cienne maj± od jednego do dwóch PAT i od dwóch do czterech ADT, podczas gdy genomy ro¶lin dwuli¶ciennych zawieraj± tak± sam± liczbę PAT, ale od dwóch do o¶miu ADT (Tabela 2). Analiza filogenetyczna genów PAT wskazuje na trzy główne klady (i) mikrofitów, (ii) jednoliściennych i (iii) dwuliściennych (Rysunek 2Bb).

Geny zaangażowane w roślinne fenolowe metabolizmy wtórne

Fenolowy metabolizm wtórny wykazuje ogromną różnorodność chemiczną z powodu ewolucji genów enzymatycznych, które są zaangażowane w różne biosyntetyczne i dekoracyjne ścieżki. Taka różnorodność jest spowodowana zróżnicowaniem i redundancją kilku kluczowych genów fenolowego metabolizmu wtórnego, takich jak PKS, cytochrom P450 (CYPs), dioksygenazy zależne od Fe2+/2-oksoglutaranu (2ODDs) i UDP-glikozylotransferazy (UGTs). Z drugiej strony, istnieją inne geny związane z biosyntezą fenylopropanoidów, takie jak amoniakalna ligazy fenyloalaniny (PAL), 4-hydroksylaza cynamonianu (C4H) i ligaza 4-kumaran:koenzym A (4CL), które są wymagane do różnicowania różnych klas fenolowego metabolizmu wtórnego. Wszystkie te geny kodują ważne enzymy, które aktywują szereg kwasów hydroksycynamonowych w celu dostarczenia prekursorów do biosyntezy lignin, monolignanów i wszystkich innych głównych fenolowych metabolitów wtórnych w roślinach wyższych (Lozoya i in., 1988; Allina i in., 1998; Hu i in., 1998; Ehlting i in., 1999; Lindermayr i in., 2002; Hamberger i Hahlbrock, 2004). Ponieważ fenolowy metabolizm wtórny wykazuje znaczną specyficzność gatunkową, badania genów kodujących odpowiedzialne za niego enzymy biosyntetyczne są często wykorzystywane jako przykład chemotaksonomii dla zrozumienia ewolucji roślin. Jednakże, biorąc pod uwagę ewolucję tych genów w izolacji jest raczej ograniczająca, głębsze zrozumienie jest zapewnione przez połączenie tego z badaniem ewolucji genów biosyntezy shikimatu-fenyloalaniny w linii zielonej.

Wniosek

Podczas długiego okresu ewolucji, obejmującego okres od glonów wodnych do roślin lądowych, rośliny dostosowały się do nisz środowiskowych za pomocą strategii ewolucyjnych, takich jak duplikacja genów i ewolucja konwergentna poprzez filtrację doboru naturalnego. Geny biosyntezy shikimatu roślinnego uległy odpowiedniej ewolucji (Rysunek 3). W niniejszym przeglądzie wykazaliśmy, że geny biosyntezy pierwotnego metabolizmu aminokwasów aromatycznych są dobrze zachowane między glonami i wszystkimi roślinami lądowymi. Jednak w przeciwieństwie do glonów, które nie mają w swoich genomach ani izoform, ani zduplikowanych genów, wszystkie rośliny lądowe posiadają duplikacje genów, w tym tandemowe duplikacje genów, które są szczególnie widoczne w przypadku DAHPS, DHQD/SD, CS, CM i ADT (Rysunek 3A; Tabela 2). Nasza analiza filogenetyczna wykazała wyraźny podział na glony, jednoliścienne, dwuliścienne, gatunki drzewiaste i rośliny strączkowe. Analiza obecności i liczby kopii kluczowych genów u tych gatunków daje kilka wskazówek, jak poprawić nasze zrozumienie rusztowania, z którego te geny wyewoluowały. Jednak dokładne określenie ewolucyjnej presji na geny biosyntezy shikimatu, w tym unikalnego występowania kompleksu Arom, będzie wymagało dalszych badań. Intrygujące jest jednak porównanie i zestawienie genów biosyntezy z tymi, które znajdują się niżej w hierarchii produkcji fenoli roślinnych (Rysunek 3B). Co ciekawe, geny szlaku shikimatowego są wszechobecne w całym zielonym rodowodzie, podczas gdy nie można tego powiedzieć o wszystkich genach biosyntezy fenylopropanoidów. Ponadto, występuje znacznie większa duplikacja genów w obrębie biosyntezy fenylopropanoidów niż shikimatu (Rysunek 3A; Tabela 2). Fakt ten znajduje również odzwierciedlenie w poziomie różnorodności chemicznej poszczególnych szlaków, przy czym zasadniczość szlaku shikimatowego uniemożliwia dużą różnorodność, natomiast gatunki fenylopropanoidowe często pełnią funkcje nadmiarowe względem siebie. Wydaje się prawdopodobne, że szlak fenylopropanoidowy początkowo powstał poprzez mutacje gromadzące się w genach szlaku shikimate. Jednakże, podczas gdy były one potencjalnie korzystne u roślin lądowych z powodów, które omawiamy w naszym niedawnym przeglądzie tych związków (Tohge i in., 2013), nie wydają się one dzielić zasadniczości shikimatu w całym zielonym lineażu.

Oświadczenie o konflikcie interesów

Autorzy oświadczają, że badania zostały przeprowadzone przy braku jakichkolwiek komercyjnych lub finansowych relacji, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Podziękowania

Działalność badawcza Takayuki Tohge jest wspierana przez Fundację Alexandra von Humboldta. Funding from the Max-Planck-Society (to Takayuki Tohge, Mutsumi Watanabe, Rainer Hoefgen, Alisdair R. Fernie) is gratefully acknowledged.

.