Aktomiozynowa ATPaza
Białka miofibrylarne obejmują te z grubego filamentu (głównie miozyna) i cienkiego filamentu (głównie aktyna, troponina i tropomiozyna). Natywna miozyna sercowa ssaków składa się z dwóch łańcuchów ciężkich miozyny (HC) i czterech łańcuchów lekkich miozyny (LC). Dwie podjednostki HC z komory serca ssaków (α, β) są połączone w trzy możliwe dimery VI (αα), V2 (αβ) i V3 (ββ), które można rozróżnić na podstawie aktywności enzymatycznej (ATPazy), szybkości skurczu i ruchliwości elektroforetycznej w żelach niezdysocjowanych. Zdolno¶ć serca ssaków do ekspresji różnych izoform miozyny zapewnia plastyczno¶ć odpowiedzi serca na zmiany w wymaganiach układu sercowo-naczyniowego. W ten sposób długotrwałe zmiany w funkcji komór, towarzyszące rozwojowi, treningowi fizycznemu lub zmianom w wymaganiach metabolicznych (np. głodzenie, warunki hormonalne), mogą być zaspokajane przez adaptacje strukturalne (Solaro i in., 1989). W przeciwieństwie do ssaków, u większości teleostów w komorach serca wykrywa się tylko jedną izoformę miozyny (Karasinski, 1988; Martinez i in., 1991). Komora złotej rybki (Carassius auratus L.) wykazuje dwie izoformy (Karasinski, 1988). Chociaż w komorze karpia (Cyprinus carpio) wykryto tylko jedną izoformę miozyny (Karasinski, 1988), aktywność ATPazy miozynowej (μmol uwalnianego fosforanu/min/mg miozyny) w zwartym mięśniu sercowym karpia jest o około 50% wyższa niż w mięśniu gąbczastym (Bass i in., 1973). Sugeruje to obecność co najmniej dwóch izoform różniących się aktywnością katalityczną, które są nierozróżnialne elektroforetycznie przy użyciu dotychczas stosowanych technik. Natywne miozyny atrium migrują jako pojedyncze pasmo u czterech ryb karpiowatych (Tinca tinca L., Rutilis rutilis L. Leuciscus leuciscus L., Gobio gobio L.; Karanski, 1988) i łososiowatych (Salvelinus alpinus, L.; Martinez i in.., 1991), ale dwa pasma u trzech innych ryb karpiowatych (Cyprinus carpio L., Carassius auratus gibelio Bloch, Carassius carassius L.; Karanski, 1988). Rodzima miozyna przedsionkowa różni się od miozyny komorowej u każdego gatunku (Karanski, 1988; Martinez i in., 1991).
Elektroforeza miozyny w warunkach denaturujących ujawnia skład podjednostkowy (HC, LC). Pojedyncze podjednostki HC są wykrywane zarówno w komorze jak i przedsionku golca arktycznego (Salvelinus alpinus), co jest zgodne z ekspresją tylko jednej miozyny natywnej (Martinez i in., 1991). Przedsionek i komora posiadają po dwa typy łańcuchów lekkich miozyny (LC1, LC2) (Karanski, 1988; Martinez i in., 1991). Każda izoforma przedsionkowa współgra ze swoim komorowym odpowiednikiem w dwuwymiarowej elektroforezie żelowej (Martinez i in., 1991).
Zmiany w białkach miofibrylarnych występują w odniesieniu do temperatury aklimatyzacji w mięśniach szkieletowych (patrz Guderley i Blier, 1988; Johnston i in., 1990). Johnston i wsp. (1975) wykazali, że aktywność ATPazy miofibrylarnej mięśni szkieletowych złotej rybki jest 2,8-krotnie wyższa u ryb aklimatyzowanych do 1°C niż do 26°C. Wykazano również wyraźne różnice w stabilności termicznej. Wyraźne były również różnice w stabilności termicznej, na co wskazuje inaktywacja w temperaturze 37°C. Wywołane aklimatyzacją zmiany w profilach HC szkieletu nie zostały stwierdzone przy użyciu analizy białek natywnych (Johnston i in., 1990). Mapowanie peptydowe białek miozyny mięśnia szkieletowego Cyprinus carpio dało niewielką (poddany działaniu α-chymotrypsyny podfragment-1 HC; Hwang i in., 1991) lub żadną różnicę (poddany działaniu proteazy V8 lub chymotrypsyny HC; Johnston i in., 1990)) indukowaną aklimatyzacją do różnych temperatur. Wzrost messenger RNA (mRNA) kodującego szybko migrującą podjednostkę HC został wykryty w podobnych warunkach aklimatyzacji (Gerlach i in., 1990). Zmiany miofibrylarne nie były badane w sercu, gdzie zimna aklimatyzacja u niektórych gatunków ryb prowadzi do zmian w wielkości serca, częstości akcji serca i sprawności mechanicznej (np. Graham i Farrell, 1990). U ssaków istnieją dowody na zmiany izoform miozyny sercowej w zależności od rozwoju (V3 do V1) oraz po treningu pływackim (patrz Solaro i in., 1989). Again, there have been no comparable studies in fish.
The thin filaments backbone is double-stranded F-actin, composed of G-actin monomers assembled into filaments. Energetyka zmian konformacyjnych związanych z montażem różni się u poszczególnych gatunków ryb w sposób sugerujący adaptację struktury białka zarówno do temperatury, jak i ciśnienia hydrostatycznego (Swezey i Somero, 1982). Troponina (Tn) składa się z trzech białek; TnC jest białkiem wiążącym wapń, TnI hamuje wiązanie aktyny do głów miozyny, a TnT wiąże tropomiozynę. Serce ssaków posiada tylko jedną izoformę TnC, wspólną dla mięśni szkieletowych o wolnym skurczu, ale różniącą się od TnC mięśni szkieletowych o szybkim skurczu (Solaro i in., 1986). Zmiany w izoformach TnI zachodzą w trakcie rozwoju ssaków. Różnice te pomagają wyjaśnić odmienny wpływ kwasicy na wrażliwość na Ca2+ Tn pochodzących od noworodków i dorosłych szczurów (patrz Solaro i in., 1989). Międzygatunkowe różnice w TnC i TnI ssaków i ptaków są widoczne w analizach sekwencji (Collins, 1991; Murphy i in., 1991), ale odpowiadające im różnice fizjologiczne nie zostały wykazane. Aż pięć izoform TnT zostało zidentyfikowanych w sercach ssaków. Chociaż ich rola funkcjonalna nie jest dobrze poznana, różne izoformy mogą wpływać na aktywność ATPazy (patrz Solaro i in., 1989). Wewnątrz- i międzygatunkowe różnice w sercowych składnikach Tn-tropomiozyny nie zostały wykazane u ryb.
Isoformy sercowych białek miofibrylarnych u ryb nie zostały zaobserwowane w większości badań. Plastyczność zapewniana przez izoformy u ssaków jest ważna w odpowiedzi serca na długotrwałe zmiany w zapotrzebowaniu układu krążenia. Czynniki fizjologiczne, które prowadzą do zmian ekspresji izoform u ssaków (głodzenie, wysiłek fizyczny, podstawowa przemiana materii, adaptacja do temperatury) mogą być znacznie bardziej ekstremalne u wielu gatunków ryb. W związku z tym, jest mało prawdopodobne, aby zróżnicowanie izoform miofibrylarnych serca u ryb było tak ograniczone, jak sugerują dotychczasowe badania. Być może wprowadzenie szerszego zakresu technik (np. hybrydyzacja mRNA; Gerlach i in., 1990) może ujawnić różnice w białkach kurczliwych, które obecnie nie są identyfikowane przy użyciu konwencjonalnej analizy białek.