4.04.4.2 Arôme et contaminants du poisson
Parmi les applications des techniques d’extraction volatile, une méthode rapide et facile pour déterminer certains contaminants tels que les niveaux de résidus de 2-phénoxyéthanol dans les tissus de poisson et le plasma sanguin a été de développer48 et, par la suite, d’utiliser la méthode pour surveiller la dynamique des résidus de 2-phénoxyéthanol dans les poissons traités avec un anesthésique.
Le 2-phénoxyéthanol (éthylène glycol monophényl éther, C8H10O2) est un agent anesthésique prometteur utilisé dans la pêche et l’aquaculture.
Une nouvelle procédure qui emploie la micro-extraction en phase solide (SPME) de l’analyte cible à partir de l’espace de tête de l’échantillon, suivie de la chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS) a été développée48. La manipulation des échantillons, visant à transférer un maximum de 2-phénoxyéthanol dans l’espace de tête, et les conditions de SPME-GC-MS ont été soigneusement optimisées.
Pour l’optimisation, différentes conditions de préparation des échantillons et de SPME ont été testées.48
Les échantillons de tissus de poissons non exposés au 2-phénoxyéthanol ont été utilisés pour développer et caractériser la méthode SPME. Les échantillons dopés sans modification de la matrice ont été préparés comme suit : 5 μl de normes de travail ont été ajoutés à 2 g de tissu de poisson broyé pour obtenir un niveau de dopage final de 3-382 mg kg-1.
Par la suite, plusieurs modifications alternatives de la matrice ont été testées : (I) 2 g de tissu dopé ou de tissu contenant des résidus ont été transférés dans un flacon de 10 ml d’espace de tête (HS), auquel 2 ml d’eau ultrapure ont ensuite été ajoutés ; (II) 2 g de tissu contenant des résidus ont été broyés avec 2 g de sulfate de sodium ; et (III) 2 g de tissu contenant des résidus ont été broyés avec 2 g de sulfate de sodium, puis immergés dans 3 ml d’eau ultrapure dans un flacon HS de 10 ml. Tous les échantillons modifiés ont été secoués vigoureusement pendant 20 min avant l’analyse SPME.
Pour identifier la fibre la plus efficace pour l’extraction des analytes, trois fibres SPME disponibles dans le commerce (PA, PDMS/CAR/DVB, et CW/DVB), avec une sélectivité de phase stationnaire différente, ont été évaluées. Un tissu de poisson (non modifié) dopé à un niveau de 33 mg kg-1 a servi de contrôle dans ces expériences de test de fibres.
Toutes les extractions ont été réalisées dans les mêmes conditions (60 min de sorption à 30 °C). Des résultats d’efficacité d’extraction insatisfaisants (basés sur la réponse du détecteur, c’est-à-dire la comparaison du rapport signal/bruit) ont été obtenus en utilisant les fibres PA et CWX/DVB. La fibre mixte PDMS/CAR/DVB a donné les meilleurs résultats et a donc été employée dans nos expériences ultérieures.
Des expériences axées sur la dynamique de l’extraction du 2-phénoxyéthanol ont été réalisées avec des temps d’extraction de 5, 15, 30, 40 et 60 min à 30 °C. Les expériences ont été réalisées à partir d’échantillons de tissus de poissons dopés à un niveau de 1 mg kg-1. La quantité d’analyte extraite a augmenté de façon continue au cours de la plage de temps d’extraction. Pour maintenir le débit d’échantillons du laboratoire à un niveau acceptable, aucune augmentation supplémentaire du temps d’extraction n’a été envisagée. Le temps d’extraction de 60 min a été choisi pour les analyses ultérieures.
En utilisant une fibre divinylbenzène/Carboxen/polydiméthylsiloxane (PDMS/CAR/DVB) pour une préparation d’échantillon de 60 min à 30 °C et un détecteur à piège à ions fonctionnant en mode MS/MS, Klimancova et al.48 ont obtenu des limites de détection (LOD) et de quantification (LOQ) de 0,03 et 0,1 mg kg-1 d’échantillon, respectivement. La méthode était linéaire dans une plage de 0,1 à 250 mg kg-1 et, selon la matrice de l’échantillon et le niveau de dopage, une répétabilité (exprimée en tant qu’écart-type relatif, E.T.R.) comprise entre 3 et 11 % a été obtenue.48
Les composés organiques du mercure, dont le méthylmercure est le plus courant, sont particulièrement préoccupants en raison de leur toxicité accrue. En réponse à une demande croissante, plusieurs techniques analytiques ont été développées au cours de la dernière décennie pour spécier les organomercuriels dans les échantillons biologiques.
Récemment, la microextraction en phase solide (SPME) est devenue une technique sans solvant très répandue pour la détermination par GC des organométalliques. La SPME offre non seulement la possibilité d’un système intégré rapide, sans solvant, d’extraction d’échantillons et d’introduction d’échantillons, mais peut également fournir une meilleure préconcentration des analytes que les techniques d’extraction liquide-liquide (ELL). De plus, lors de l’application de la technique de préparation d’échantillons de l’espace de tête (HS), une séparation de la matrice basée sur les différences de volatilité de l’analyte et des autres composés présents dans la solution d’échantillon peut également être effectuée. Il convient toutefois de noter que d’autres méthodes intégrées d’extraction et de préconcentration sans solvant, c’est-à-dire celles qui appliquent la technique de purge et de piégeage ou l’extraction sorptive par barreau de brassage (SBSE), sont également des alternatives attrayantes à la SPME pour diverses déterminations organométalliques.
L’application d’une méthode analytique rentable (système SPME-GC-pyrolyse-AFS) pour la détermination du MeHg dans des échantillons de fruits de mer alimentaires typiques a été proposée49. L’étude s’est concentrée sur l’examen des modifications nécessaires pour les méthodes bien établies impliquant une digestion alcaline afin d’utiliser la phénylation en phase aqueuse et la préparation de l’échantillon SPME pour analyser les échantillons alimentaires avec des matrices complexes contenant du MeHg dans la gamme de 100 ng g-1.
Procédure de préparation de l’échantillon : 250 mg d’échantillon ou de matériau de référence de certificat (MRC) lyophilisé et broyé ont été pesés avec précision dans un flacon en verre propre de 30 ml, et 5-6 ml de KOH à 25 % (p/v) dans du méthanol ou de NaOH à 18 % (p/v) dans du méthanol ont été ajoutés (les deux étaient 4,5 M). La fiole a ensuite été scellée avec un bouchon à vis revêtu de PTFE et placée dans un bain à ultrasons pendant 3 heures à 75 °C. Après avoir laissé le flacon refroidir à la température ambiante, la procédure varie en fonction de la teneur en MeHg de l’échantillon. Dans le cas d’échantillons à forte teneur (contenant quelques μg-1 de MeHg par rapport au poids sec), l’ensemble du digest a été soigneusement rincé dans une fiole jaugée de 50 ml. De cette solution, 1 ml a été pipeté dans une fiole jaugée de 10 ml.
Si la méthode des ajouts standards devait être utilisée, 1 ml d’étalon aqueux de MeHgCl a également été ajouté à la solution avant qu’elle ne soit diluée au volume nominal. Les niveaux d’addition standard correspondaient au résultat 1×, 2×, ou 4× la concentration d’analyte attendue de la solution d’échantillon.
Dans le cas d’échantillons à faible contenu (contenant seulement environ 100 ng g-1 de MeHg ou moins), après avoir laissé le flacon refroidir à la température ambiante, le digest a été agité pendant quelques secondes, puis 5 ml ont été pipetés dans un flacon de centrifugation en verre de 6 ml. La solution a été centrifugée pendant 15 min à 4100 g et 20 °C. Du surnageant, 1 ml a été transféré dans une fiole jaugée de 10 ml, et la méthode d’addition standard a été réalisée comme décrit ci-dessus.
Dans les deux cas, 1 ml des solutions diluées (et dopées) de 10 ml a été pipeté dans des flacons en verre de 30 ml, contenant chacun 10 ml d’un tampon acétate 1 M, pH = 5. À ce stade, un barreau d’agitation propre revêtu de PTFE a été placé dans le flacon. Enfin, 1 ml de NaBPh4 1% fraîchement préparé a été ajouté, et le flacon a été immédiatement scellé avec un bouchon à vis équipé d’un septum en caoutchouc recouvert de PTFE. Le flacon a été placé sur une plaque d’agitation magnétique, et pendant une agitation vigoureuse (700 rpm), l’extraction SPME de l’espace de tête a été réalisée. La fibre a été recouverte d’un film de 100-μm de poly(diméthylsiloxane) (PDMS). Après l’extraction, la fibre a été introduite dans l’orifice d’entrée chauffé du GC pour la désorption thermique et la détermination par pyrolyse-AFS.
La teneur totale en Hg des échantillons a été déterminée avec le mercure direct en utilisant 100 mg d’échantillon solide et un étalonnage externe.49
Une autre technique pour la détermination du méthylmercure dans les tissus de poisson consistant en un système GC-ICP-MS avec une technique SPME (PDMS) pour l’extraction de l’analyte a été proposée.41
Préparation de l’échantillon : 0,25 g d’échantillon avec une quantité appropriée de pic de Hg MM198 enrichi et 20 ml de solution de KOH méthanolique à 25 % (m/v) ont été agités pendant 5 h, puis stockés à 4 °C jusqu’à l’analyse. Six échantillons d’étalonnage par dilution isotopique de pointe inversée ont été préparés pour quantifier la concentration de la pointe de Hg MM198 enrichie. Un volume de 0,200 ml de solution de pointe de Hg MM198 enrichie et 0,240 ml de solution de mmHg d’abondance naturelle de 2,042 μg ml-1 (ou 1,993 mg ml-1) ont été pipetés avec précision dans un flacon et dilués avec du méthanol jusqu’à 10 ml. Pour la préparation de l’échantillon de l’espace de tête SPME, seul un volume de 100 ml d’échantillon d’étalonnage de digestion ou de dilution isotopique à pic inverse (en raison de la haute sensibilité de la GC-ICP-MS SPME) a été transféré dans un flacon en verre de 50 ml pour la quantification.
Une fois que 20 ml de solution tampon NaAc à 1 mol l-1 et 1 ml de NaBPr4 à 1 % ont été ajoutés, le flacon a été bouché avec un septum en caoutchouc de silicone revêtu de PTFE. L’aiguille SPME a été insérée à travers le septum, et la préparation de l’échantillon de l’espace de tête a été effectuée pendant 10 minutes. Pendant l’extraction, la solution a été vigoureusement agitée avec un barreau magnétique recouvert de téflon. L’analyte recueilli a ensuite été désorbé de la fibre SPME sur la colonne GC.41