Évolution et conservation des composants du noyau du complexe répressif polycomb et des facteurs associés putatifs dans la lignée verte

Composant du noyau du CR1 : RING1

PRC1 Les protéines à doigt annulaire sont composées des deux clades (fichier additionnel 2), RING1 et BMI1, qui sont toutes deux caractérisées par une combinaison conservée de domaines RING et Ring-finger And WD40 associated Ubiquitin-Like (RAWUL) (figures 2 et 3). L’activité ubiquitine ligase des auteurs du complexe PRC1 repose sur leur domaine RING . Chez les animaux, RING1b est un rédacteur clé de H2Aub, tandis que RING1a joue des rôles mineurs. BMI1 ne présente pas d’activité E3 ligase mais peut stabiliser et améliorer les fonctions de RING1b. Chez Arabidopsis, les deux familles AtRING1a/b et AtBMI1a/b/c peuvent catalyser H2Aub. Au stade végétatif, AtRING1a/1b peut réprimer la transition végétative-embryonnaire et la formation de méristèmes ectopiques, principalement en supprimant la mauvaise expression des régulateurs principaux de l’embryon et des régulateurs des cellules souches, respectivement. Au stade de la reproduction, le double mutant ring1a;ring1b d’Arabidopsis présente un nombre excessivement élevé d’organes floraux, ainsi que des phénotypes forts affichant un gonflement spectaculaire du gynécée et une stérilité totale. AtRING1a et AtRING1b peuvent tous deux contrôler le maintien des cellules souches florales et le développement correct des carpelles en réprimant l’expression de KNOX-I . La mutation de RING1a/b peut provoquer une transition précoce de la phase végétative en régulant le statut H2Aub au locus SPL .

Dans un arbre phylogénétique, les protéines RING1 végétales peuvent être divisées en trois branches : plante à graines (Groupe-I), mousses-fougères (Groupe-II), et algues (Groupe-III, Fig. 2). La relation phylogénétique des homologues de RING1 est cohérente avec l’évolution des plantes. RING1 a subi une et deux duplications chez les ancêtres eudicot et monocot, respectivement. La plupart des protéines RING1 présentent deux copies dans chaque espèce, mais PtRING1 et ZmRING1 sont présentes en quatre copies, et BrRING1 en trois copies. Cependant, l’événement de duplication peut se produire après la séparation des monocotylédones et des dicotylédones. Les protéines RING1 des eudicots présentent des organisations de domaines similaires (Fig. 2). Les protéines RING1 des monocotylédones ne sont représentées que par les Poaceae, présentant peu d’organisations de domaines variables. Le domaine RING typique, POU, qui est un domaine bipartite de liaison à l’ADN, et le motif d’échangeur Ras se trouvent également dans ZmRING1a, la protéine VirD5 d’Agrobacterium, et les domaines de répétition de la Spectrine se présentent dans BdRING1b. Le domaine Prion se trouve dans OsRING1b. De manière intrigante, le domaine POU a été identifié pour la première fois chez les plantes. Le groupe II existe chez la fougère et Physcomitrella patens, tandis que le groupe III est présent chez deux algues. Cependant, ces deux groupes sont bien conservés dans les organisations de domaines.

Composant central de PRC1 : BMI1

Les trois protéines de type BMI1, AtBMI1a, AtBMI1b, et AtBMI1c existent chez Arabidopsis . La déficience en BMI1 (double mutant atbmi1a;atbmi1b) entraîne une structure de type embryonnaire au stade végétatif et un nombre élevé d’organes floraux au stade reproductif, une caractéristique que l’on retrouve également chez le double mutant ring1a;ring1b . Comme les protéines RING1, les BMI1a/1b fonctionnent comme des écrivains PRC1 pour H2Aub, en coordination avec le H3K27me3 médié par PRC2 pour maintenir l’identité cellulaire. AtBMI1a/1b fonctionne comme une ubiquitine ligase E3, et est impliquée dans la réponse à la sécheresse . MIR156A et MIR156C sont également des gènes cibles de AtBMI1, régulant la transition du développement végétal au développement productif. Notamment, AtBMI1c agit comme un gène imprimé qui exprime l’allèle maternel dans l’endosperme mais de manière biallélique dans l’étamine. Les protéines BMI1 peuvent être identifiées dans toutes les plantes, et dans l’algue Volvox carteri, mais pas dans les algues Ostreococcus lucimarinus ou Chlamydomonas reinhardtii ; de plus, les BMI1 sont divisées en deux groupes, à savoir les homologues BMI1a/1b et BMI1c (Fig. 3). Toutes les BMI1s contiennent des domaines RING et RAWUL hautement conservés, à l’exception de BsBMI1a, PtBMI1d et OrBMI1b, OrBMI1b étant dépourvue du domaine RAWUL. La longueur de la séquence des BMI1s se situe généralement entre 350 et 550 aa, mais FvBMI1c comprend 974 aa de résidus avec un C-terminal trop long. Les dicotylédones contiennent trois copies de BMI1, à l’exception du peuplier et du coton qui en contiennent cinq, et de l’orange qui en contient deux. Toutes les protéines BMI1a/1b présentent des organisations de domaines similaires, mais ThBMI1b possède un autre motif de liaison TIM-phosphate adjacent au domaine RING ; en outre, BdBMI1d possède un motif de charnière flexible des protéines Structural Maintenance of Chromosomes (SMC), qui est responsable de la dimérisation de l’ADN et constitue un déterminant essentiel des interactions dynamiques SMC-ADN. Hautement conservés, AtBMI1c et ses homologues ne se trouvent que chez Crucifera (Fig. 3).

Le domaine RAWUL a été identifié pour la première fois dans les protéines à doigt RING PRC1, les familles RING1 et BMI1, et est conservé chez les plantes et les vers . Le domaine RAWUL peut être impliqué dans la régulation épigénétique en se liant à PRC1 ou à d’autres facteurs. Chez les mammifères, il a été démontré que le domaine RAWUL se lie aux homologues de Ph, bien que ce phénomène n’ait pas été confirmé à ce jour. Ainsi, le domaine RAWUL peut se lier à d’autres protéines impliquées dans l’ubiquitination des histones. Sanchez-Pulido et al. ont suggéré que certaines autres protéines présentent des fonctions d’ubiquitination d’histone PRC1. Arabidopsis HTA10 présente la séquence consensus PKKT conservée . La protéine H2A ubiquitinée du maïs pourrait être impliquée dans l’ubiquitination de H2A . La protéine RAWUL du grain Gnp4/LAX2 régule la longueur du grain via la voie de signalisation de l’auxine en interférant avec OsIAA3-OsARF25 . Le domaine RAWUL peut former un module d’interaction protéine-protéine avec le domaine PAL de l’extrémité N-terminale de AL6, qui est un facteur associé de PRC1 .

Le domaine RAWUL n’est pas hautement conservé entre les animaux et les plantes. Cependant, une analyse d’alignement de séquence des homologues de RING1a/1b montre que les domaines sont considérablement conservés des plantes inférieures aux plantes supérieures, et BMI1a/1b/1c manque de β5. Les protéines RING (BrRING1b, ZmRING1b et SmRING) et les protéines BMI1 (AtBMI1c, BsBMI1a, OrBMI1b et VcBMI) ne contiennent pas de domaines RAWUL (Figs. 2 et 3, Additional file 3). Les domaines RING et RAWUL sont peut-être des domaines spéciaux pour les familles RING1 et BMI1.

PRC1 Core component : LHP1

Dans Arabidopsis, LHP1, un activateur et un répresseur de la transcription, est d’abord identifié comme un homologue de la protéine 1 associée à l’hétérochromatine de Drodophila (HP1) qui se lie aux marqueurs H3K27m3 établis par PRC2 et catalyse la monoubiquitination à la lysine 119 de l’histone H2A . LHP1 pourrait jouer un rôle analogue à celui de la mouche Pc dans un complexe de type PRC1 . LHP1 contient deux domaines typiques, le domaine CHROMO (Chromatin Organization Modifier) qui est essentiel pour la spécificité de la liaison H3K27me3, et le domaine ChSh (Chromo Shadow). Contrairement à son homologue animal, LHP1 est principalement localisé dans l’euchromatine. La localisation et la rétention de Fern LHP1 sont contrôlées par des domaines distincts, et sa rétention au nucléole et aux chromocentres est conférée par le domaine ChSh. PpLHP1 de P. patens interagit avec PpCMT par l’intermédiaire de leurs domaines chromo . En tant que lecteur de PRC1 dans les plantes , LHP1 contrôle de multiples voies de développement liées au développement des organes, à la taille des cellules et aux transitions de phase végétative à reproductive .

LHP1 homologues subissent également l’évolution des plantes. En dehors des domaines distincts CHROMO et ChSh, certains LHPs contiennent d’autres motifs distincts (Fig. 4). Par exemple, les LHP1 de peuplier ont un domaine CDC37 supplémentaire dans leur extrémité N-terminale, et les AtLHP1 comprennent un domaine B5 supplémentaire que l’on trouve dans les sous-unités β de la phénylalanine-ARNt synthétase. OsLHP1 est constitué d’un autre domaine de facteurs de libération de la chaîne peptidique lié à la famille de protéines ; en outre, ce domaine joue un rôle important dans les chaînes polypeptidiques nouvellement synthétisées libérées de l’ARN peptidyle . BdLHP1 contient une autre protéine SH3 de la membrane du RE, qui est associée à des chaperons localisés dans la membrane. PpLHP1 comprend un domaine ostepontin supplémentaire.

Facteur associé à PRC1 : EMF1

EMF1 et VRN1 sont spécifiquement trouvés dans les espèces dicotylédones . EMF1 et VRN1 sont tous deux des protéines de liaison à l’ADN non spécifiques de la séquence qui régulent l’expression des gènes pendant le développement des organes floraux. Aubert et al. ont considéré EMF1 comme une nouvelle protéine impliquée dans le contrôle de l’architecture des pousses et de la floraison chez Arabidopsis ; de plus, les mutants de perte de fonction d’EMF1 provoquent une transition accélérée du développement embryonnaire au développement reproductif. EMF1 et EMF2 participent à l’extinction des gènes homéotiques de la fleur par PcG et sont essentiels au développement végétatif. EMF1, ATX1 et ULT1 peuvent travailler ensemble pour maintenir l’intégrité de la chromatine et empêcher l’expression précoce des gènes de la graine après la germination. EMF1 est associé à un lecteur de H3K27me3 qui est requis pour H3K27me3 . EMF1, LHP1 et l’histone H3 lysine-4 déméthylase peuvent former un complexe EMF1c pour jouer des rôles importants dans la régulation de MIR172 et du locus T de floraison (FT) .

Chaque espèce abrite un seul gène homologue d’EMF1, sauf le concombre, le coton et Eutrema avec deux, et le chou avec quatre. L’analyse phylogénétique montre que les EMF1 sont bien conservés dans les dicotylédones, mais peuvent manquer de domaines représentatifs ou intacts dans la base de données Pfam et SMART. L’alignement des séquences protéiques suggère que six motifs conservés, en particulier le motif 4, 5 et 6 (Fig. 5, fichier additionnel 4), et dont les fonctions sont inconnues.

Facteur associé au CRP1 : VRN1

VRN1 et VAL1/2/3 sont des composants spécifiques aux plantes de PRC1, et sont des sous-classes de la famille des facteurs de transcription à domaine B3 spécifiques aux plantes (Dossier complémentaire 5). Comme EMF1, les gènes VRN d’Arabidopsis peuvent médier la vernalisation et jouer un rôle majeur dans la transition de la phase végétative à la phase reproductive en réponse à un traitement prolongé par le froid. VRN1 se localise dans le noyau et n’est pas spécifique de la séquence en ce qui concerne la liaison à l’ADN, le ciblage à FLC et FT2 . Les mutants de perte de fonction présentent des phénotypes similaires aux autres mutants PRC1 .

VRN1 et ses homologues sont sous-groupés dans les deux clades, AtVRN1a/RTV1 et AtVRN1b/1c/1d. Le domaine B3 est peut-être un domaine spécial de la famille VRN1 (71, Fig. 6). AtVRN1, qui est nommé AtVRN1a dans cette étude, est caractérisé par deux domaines B3, est trouvé seulement dans les espèces de plantes supérieures et se lie spécifiquement à l’ADN . Dans l’étude actuelle, cinq homologues de VRN1 sont identifiés dans Arabidopsis, et de multiples homologues sont également trouvés dans d’autres dicotylédones par BlastP. L’organisation des domaines a montré que AtVRN1a et ses homologues sont constitués de deux domaines B3 (Fig. 6). AtRTV1, AtVRN1b/1c/1d et leurs homologues principalement dans le groupe-II montrent une perte dans le deuxième domaine B3, qui peut être important pour ses fonctions. Ce domaine est remplacé par la super famille BfiI_C_EcoRII_N_B3, qui contient un domaine de liaison à l’ADN N-terminal des protéines de type IIE endonucléase restreinte EcoRII-like, un domaine de liaison à l’ADN C-terminal des protéines de type IIS endonucléase restreinte BfiI-like, et des protéines B3 spécifiques aux plantes .

Facteur associé au CRP1 : VAL1/2/3

Les protéines VAL, qui sont identifiées comme un répresseur transcriptionnel, sont nécessaires pour la répression globale de l’expression des gènes embryonnaires . Les plantules du double mutant va l1 val2 peuvent former des proliférations de type embryonnaire dans les racines et le méristème apical, mais pas dans les feuilles. Les mutants val2/val3 présentent des effets dominants similaires à ceux des plantes mutantes homozygotes val1. Chez les mutants val1, 39% des transcrits du régulateur FUSCA3 sont déprimés, alors que les facteurs de transcription du réseau central LAFL ne le sont pas. Tous les transcrits ciblés putatifs de VAL1 agissent par répression épigénétique et/ou transcriptionnelle. De plus, VAL1 et VAL2 sont impliqués dans la vernalisation via PcG. Les protéines VAL travaillent ensemble avec BMI1 pour médier la monoubiquitylation de H2AK119, et initier la répression des gènes de maturation des graines. Les protéines VAL assurent la répression en recrutant un complexe d’histone désacétylases vers les gènes LEC1/AFL. VAL1 réprime la transcription de FLC en favorisant la désacétylation des histones. VAL1 downregulates AGL15 by H3K27me3 deposition at the upstream sequences of AGL15 .

À l’exception des domaines B3 et zf-CW, qui sont des domaines spéciaux possibles pour la famille VAL1/2/3, la plupart des homologues de VAL1/2/3 portent des motifs supplémentaires à doigt de zinc, tels que PHD et ZnF-GATA, à l’extrémité 3′-terminale (Fig. 7). Le domaine VAL1-B3 est nécessaire pour interagir avec l’élément canonique Sph/RY dans AGL15 et FLC . Le domaine zf-CW est un membre des modules de lecture de modification d’histone pour la régulation épigénétique. Dans l’étude actuelle, la famille VRN1 est juste trouvée dans les dicotylédones (Fig. 6) et ses homologues contiennent un ou deux domaines B3. En revanche, les protéines VAL1/2/3 sont présentes de l’algue à l’angiosperme, et ne contiennent qu’un seul domaine B3. En outre, les protéines VAL1/2/3 peuvent être regroupées en trois groupes (Fig. 7). Les homologues VAL1 contenant le groupe I ne se trouvent que dans les dicotylédones ; les homologues VAL2 contenant le groupe II et les homologues VAL3 contenant le groupe III se trouvent à la fois dans les dicotylédones et les monocotylédones. Comme l’indiquent nos résultats, les algues et les fougères ne présentent qu’une seule protéine homologue de VAL, tandis que les mousses démontrent cinq membres, et O. lucimarinus n’en présente aucun.

Facteur associé au CRP1 : AL1-7

Les protéines AL, portant un domaine PHD conservé, ont été identifiées comme un facteur de transcription . Les protéines Alfin d’Arabidopsis sont considérées comme des lecteurs de H3K4me2/3 et fonctionnent comme de nouveaux partenaires de AtRING1 et AtBMI1 . La protéine AL est impliquée dans de nombreux processus de développement, tels que l’amélioration de l’expression de MsPRP2 dans les racines de la luzerne et contribue à la tolérance au sel. Chez Arabidopsis, AL1 et AL5 peuvent se lier aux régions promotrices de gènes cibles et supprimer plusieurs facteurs négatifs pour conférer une tolérance au stress abiotique. L’AL6 d’Arabidopsis est impliqué dans la régulation de l’expression des transcrits liés à l’élongation du chevelu racinaire en cas de privation de phosphate ; en outre, ce processus est dû à son domaine PHD qui peut se lier à H3K4me3, ce qui constitue une stratégie de régulation épigénétique en cas de faible disponibilité du phosphate. Cependant, AtAL7 joue un rôle négatif dans la tolérance au sel. Dans l’étude actuelle, les familles AL et ING partagent le domaine PHD, et l’arbre phylogénétique montre qu’elles appartiennent à des branches différentes, ce qui suggère leur étroite relation (fichier supplémentaire 6). La famille ALs est la plus grande famille de facteurs associés à PRC1. Arabidopsis comprend sept ALs qui peuvent être divisés en trois groupes, AtAL1/2, AtAL3/4/5 et AtAL6/7 . Dans la présente étude, les protéines AL des plantes à graines peuvent être divisées en trois groupes, à savoir le groupe I (AL1/2), le groupe II (AL3/4/5) et le groupe III (AL6/7). Les protéines AL des plantes à spores sont situées en bas de l’arbre phylogénétique (Fig. 7). Le maïs et le coton comprennent plus de membres de la protéine AL que les autres espèces.

À part FvAL5, qui comprend 687aa avec trois domaines Alfin et un domaine PHD, la plupart des plantes sont extrêmement conservées dans les organisations de domaines, c’est-à-dire un domaine Alfin et PHD, et présentent une longueur de séquence d’environ 230-300aa. (Fig. 7, fichier supplémentaire 1). Un domaine Alfin et PHD, le domaine spécial pour la famille AL, sont distribués sur le N- ou C- terminus des protéines. Le motif PAL, situé dans le domaine Alfin, des protéines AL2 et AL7 peut se lier à RING1 et BMI1 . Les protéines à doigt PHD sont universellement présentes chez les eucaryotes et jouent un rôle clé dans la régulation de la transcription et de la structure de la chromatine. Le doigt PHD est requis pour la liaison H3K4me3/2 dans les familles AL et ING .

Facteur associé à PRC1 : ING1/2

Les protéines AL n’existent que chez les plantes alors que les protéines ING sont largement distribuées chez les levures, les animaux et les plantes. ING a été identifié pour la première fois chez les mammifères, et les cinq protéines ING peuvent se lier à H3K4me3/2 par l’intermédiaire de doigts PHD et agir en tant que composants des modifications des histones . Cependant, ces protéines ont rarement été étudiées chez les plantes. Comme les protéines AL, les protéines AtING conservées peuvent reconnaître H3K4me3/2 par l’intermédiaire de doigts PHD, alors que les fonctions biologiques d’AtING sont inconnues .

La plupart des plantes contiennent deux gènes ING (Fig. 8). Les protéines ING portent un domaine ING N-terminal qui se lie aux queues H3 non modifiées, et un domaine PHD C-terminal qui est nécessaire pour la liaison H3K4me2/3 . Contrairement aux travaux précédents, nous avons identifié des homologues de VcING1/2, OlING1 et CrING1/2 chez les algues vertes. Les doigts PHD dans VcING2 et CrING2 sont remplacés par les domaines Tudor, qui sont également impliqués dans les interactions protéine-protéine. Le domaine Tudor peut se lier aux arginines symétriquement diméthylées des séquences riches en arginine-glycine et à l’histone H4 diméthylée à Lys20 .

Facteur associé à CRP1 : EBS/SHL

EBS et SHL sont des protéines contenant un domaine BAH , qui ne se trouvent que dans le règne végétal et sont largement distribuées des plantes inférieures aux plantes supérieures (Fig. 1, ). Les protéines EBS d’Arabidopsis sont des régulateurs transcriptionnels négatifs, et les mutations ebs entraînent des phénotypes de floraison précoce . EBS et SHL se lient à différents intégrateurs floraux, EBS régulant FT et SHL réprimant SOC1 . EBS et SHL agissent de manière redondante dans la régulation de la dormance des graines. EBS/SHL sont des lecteurs de H3K27me3 qui peuvent également se lier à H3K4me3 .

Protéines EBS/SHL, sous-groupées en deux clades (homologues EBS du groupe-I et homologues SHL du groupe-II). Le groupe-I existe chez les plantes supérieures, mais le groupe-II uniquement chez les angiospermes. Trois homologues d’EBS, PpEBSe/d/f des mousses et les homologues d’EBS/SHL des algues se trouvent au bas de l’arbre phylogénétique. La plupart des espèces comprennent une seule copie SHL, mais de multiples copies EBS, comme cela a été rapporté chez le peuplier, le coton et les mousses (Figs. 1 et 9). Les protéines EBS/SHL sont hautement conservées en longueur, qui varie de 199 à 336 aa (la plupart sont autour de 220 aa), et en organisation de domaine, un domaine BAH N-terminal et un domaine PHD C-terminal (Fig. 9). Le domaine PHD est lié à H3K4me2/me3, et le domaine BAH lit la marque H3K27me2/me3. En général, H3K4me3 est en corrélation avec l’activation transcriptionnelle, tandis que H3K27me3 est en corrélation avec l’extinction des gènes chez les plantes et les animaux. EBS possède un domaine BAH et un domaine PHD qui lit et affecte les marques H3K27me2/me3 et H3K4me/me3, respectivement . En outre, le domaine BAH, et non le doigt PHD, médient l’interaction de SHL ou EBS avec EMF1 . Les interactions BAH-H3K27me3 et PHD-H3K4me3 sont importantes pour la répression florale médiée par SHL. EBS/SHL équilibre les états chromatiniens actifs et répressifs.

.