La centrifugación diferencial es un método utilizado para separar los diferentes componentes de una célula en función de su masa. Primero se rompe la membrana celular para liberar los componentes de la célula utilizando un homogeneizador. La mezcla resultante se denomina homogeneizado. El homogeneizado se centrifuga para obtener un pellet que contenga los orgánulos más densos. Los compuestos más densos formarán un pellet a bajas velocidades de centrifugación, mientras que los compuestos menos densos probablemente permanecerán en el sobrenadante líquido por encima del pellet. Cada vez, el sobrenadante puede centrifugarse a velocidades más rápidas para obtener los orgánulos menos densos. Realizar la centrifugación de forma escalonada, en la que se aumenta la velocidad de centrifugación cada vez, permite separar los componentes por masa. Lo más probable es que el núcleo, bastante denso, se encuentre después del primer paso de centrifugación, seguido de las mitocondrias, luego de los orgánulos más pequeños y, por último, del citoplasma, que puede contener proteínas solubles.
La sedimentación de equilibrio utiliza un gradiente de una solución para separar las partículas en función de sus densidades individuales (masa/volumen). Un aspecto fundamental de este tipo de sedimentación es que es completamente independiente de la forma de la molécula. Se utiliza para purificar la centrifugación diferencial. Se prepara una solución con la parte más densa del gradiente en el fondo. Las partículas a separar se añaden entonces al gradiente y se centrifugan. Cada partícula avanza hasta alcanzar un entorno de densidad comparable. Este gradiente de densidad puede ser continuo o prepararse de forma incremental. Por ejemplo, cuando se utiliza sacarosa para preparar gradientes de densidad, se puede hacer flotar cuidadosamente una solución de sacarosa al 40% sobre una capa de sacarosa al 45% y añadir otras capas menos densas por encima. El homogeneizado, preparado en un tampón diluido y centrifugado brevemente para eliminar el tejido y las células no rotas, se coloca encima. Tras la centrifugación, normalmente durante una hora a unos 100.000 x g, pueden observarse discos de componentes celulares que residen debido al cambio de densidad de una capa a la siguiente. Ajustando cuidadosamente las densidades de las capas para que coincidan con el tipo de célula, se pueden enriquecer componentes celulares específicos.
El equilibrio de sedimentación es bastante útil porque no se forma un pellet. La velocidad de rotación crea suficiente fuerza para que la proteína salga del rotor, pero no la condensa en un pellet. Esto se debe a que se produce un gradiente en la concentración de la proteína. La difusión reacciona para contrarrestar la creación del gradiente y, después de cierto tiempo, se logra un equilibrio perfecto entre la sedimentación y la difusión.
El equilibrio de sedimentación también es práctico para estudiar las interacciones entre las proteínas. En particular, se utiliza para determinar el estado nativo o la conformación nativa de la proteína. El estado nativo nos indica la estructura exacta en tres dimensiones. Esta información incluye si es un monómero, dímero, trímero, tetrámero, etc. Un monómero es una proteína formada por una subunidad. Un dímero son dos subunidades de proteína que están giradas 180 grados. Un trímero son tres subunidades, etc. Este tipo de experimentación también permite determinar si las proteínas pueden formar oligómeros (cadenas polipeptídicas idénticas que constituyen dos o más unidades de una proteína). Además, el uso del equilibrio de sedimentación es que determina las constantes de equilibrio para las interacciones proteína-proteína y proteína-ligando. El valor de este Kd suele estar entre 1nM-1mM. Se calcula midiendo la constante de equilibrio (Kd). Un último uso de esto es determinar las relaciones estequiométricas entre los complejos de proteínas. Un ejemplo de esto es un ligando y su receptor o un par antígeno-anticuerpo